小鼠iCD1完全诱导培养基 8.29-9.29在丁香通有6折开学促销活动。

链接如下：

http://www.biomart.cn/act/201609_kaixuecuxiao_cellculture_part.htm.htm

iCD1小鼠iPS诱导完全培养基
iCD1完全培养基是一种无血清、无动物源污染、化学成分确定的高效获得小鼠诱导多能干细胞

（iPS细胞）的培养基。该培养基可在无饲养层细胞、不分盘的条件下维持从体细胞向iPS细胞

转化过程中的细胞生长和增殖，同时显著加速iPS细胞诱导进程，极大地提搞iPS细胞的转导

效率。
优点
无血清、无动物源污染、化学成分确定
体系稳定，批次重复性
支持少因子诱导体细胞重编程
极大缩短iPS诱导时间（一周），提高iPS诱导效率（10%）
使用简便，无需添加额外的生长因子或其他添加物

iCD1培养基诱导iPS细胞操作步骤
成纤维细胞导入重编程因子->每天更换iCD1培养基->第7-8天挑取克隆


重编程效果




干细胞特异分子标记物Nanog和内源性Oct4的相对表达量被用于评价细胞整体重编程进程的快慢。

图2a表明，在DeliCell^® iCD1培养条件下，Nanog 和内源Oct4的激活明显快于mES和KSR-BN组。

图2b为蛋白水平上验证多能性分子标记物的表达结果图。

结果表明，第8天在原盘出现的重编程克隆其多能性分子标记物Cdh1，SSEA-1和Nanog均有表达。

图2c为将mES和iCD1培养条件下第4天和第8天的培养物提取总蛋白，采用Western-blot检测Nanog

的表达状况，实验结果表明，感染后第8天，在DeliCell^® iCD1培养条件下， Nanog表达显著，而

在对照组mES条件下，Nanog则未表达。该结果也进一步证明了iCD1培养条件下重编称过程显著

加快。



图2 从分子水平上证明DeliCell^® iCD1培养体系优于其他培养体系。

重编程后期外源因子沉默，是判断完全重编程的一个指标。

图3为采用红色荧光蛋白Ds-Red用于模拟外源转录因子的沉默，将Ds-Red和OKS一起感染细胞，

在DeliCell^® iCD1培养条件下，不同时间点，荧光显微镜跟踪观察细胞绿光（指示内源多能性

Oct4的表达）和红光（指示外源因子的表达状况）。

结果显示，随着时间的延长，绿光逐渐增强，红光逐渐减弱，第8天基本不表达红光，

表明重编程后期外源因子的沉默，重编程基本完成。



图3 体细胞重编过程示踪

5.

4.2采用iCD1和少因子（OK或OS）诱导小鼠多能干细胞

图4a是在DeliCell^® iCD1培养条件下，OK和OS重编程克隆的原始照片和传代照片。

图4b表明OK和OS重编程获得的iPS克隆表达干细胞特异性分子标记。

图4c为Oct4/KLf4和Oct4/Sox2重编程实验结果统计，表中给出了每次实验计算重编程克隆的时间和

统计结果，三次试验结果表明试验具有较好的重复性。图4d为OK和OS克隆注射裸鼠长出的畸胎瘤

组织切边，组织切片中明显的三个胚层的组织分化表明OK和OS克隆具备向三个胚层细胞分化的潜

能。这些数据有力地证明了在iCD1培养条件下，少因子（OK或OS）能够将小鼠成纤维细胞诱导重

编程。




图4 少因子的重编程实验

5.4.3 采用iCD1和单因子Oct4诱导小鼠多能干细胞

MEF细胞用Oct4病毒经过两轮感染后，在iCD1中培养，连续培养30天后，将培养物用胰酶消化

传代种植到饲养层细胞上，用iCD1继续培养，在传代后的第5天左右，发现有绿色重编程克隆出

现，如图5a所示。通过免疫荧光检测发现这些克隆均表达多能性分子标记如Nanog，SSEA-1

和Rex1，结果如图5b所示。

图5c通过实时荧光定量PCR检测多能性marker的表达状况，结果表明这些克隆表达内源Oct4、

Nanog、Rex1、Dppa3、Dnmt3l的水平与标准的胚胎干细胞类似。

图5d是通过实时荧光定量PCR方法分析外源基因的表达状况。OKS感染后4天的Oct4-GFP小鼠

胚胎成纤维细胞作为阳性对照。

结果显示挑取的这些重编程克隆，外源转录因子均已沉默。插入鉴定检测结果表明 (图5e)，挑取的

克隆不是因为病毒污染引起。

图5f为Oct4重编程克隆细胞注射囊胚产生的嵌合体小鼠。产生的嵌合体公鼠与白色品系小鼠产下

全黑色小鼠（图5g） ,该结果证明Oct4重编程克隆为生殖系嵌合。

上述结果证明严格证明Oct4重编程细胞与胚胎干细胞类似，从而证明了在iCD1培养条件下，

Oct4可将小鼠胚胎成纤维细胞完全重编程。

1. 培养基相关文献列表：

1. Chen, J. et al. Rational optimization of reprogramming culture conditions for the generation

of induced pluripotent stem cells with ultra-high efficiency and fast kinetics. Cell research 21,

884-894 (2011).

2. Bar-Nur, O. et al. Small molecules facilitate rapid and synchronous iPSC generation.

Nature methods 11, 1170-1176 (2014).

3. Buganim, Y. et al. The developmental potential of iPSCs is greatly influenced by

reprogramming factor selection.Cell stem cell 15, 295-309 (2014).

4. Chen, J. et al. BMPs functionally replace Klf4 and support efficient reprogramming of mouse

fibroblasts byOct4 alone.Cell research 21, 205-212 (2011).

5. Chen, J. et al. Vitamin C modulates TET1 function during somatic cell reprogramming.

Nature genetics 45, 1504-1509 (2013).

6. Papp, B. & Plath, K. Epigenetics of reprogramming to induced pluripotency.

Cell 152, 1324-1343 (2013).

7． Liu, J. et al. The oncogene c-Jun impedes somatic cell reprogramming.

Nature cell biology 17, 856-867 (2015).
8． Chen, J. et al. BMPs functionally replace Klf4 and support efficient reprogramming of

mouse fibroblasts by Oct4 alone.Cell research 21, 205-212 (2011).
9． Wang, Y. et al. Reprogramming of mouse and human somatic cells by high-performance

engineered factors.EMBO reports 12, 373-378 (2011).
10. Ouyang, J. et al. Cyclin-Dependent Kinase-Mediated Sox2 Phosphorylation Enhances the

Ability of Sox2 to Establish the Pluripotent State. The Journal of biological chemistry (2015).